Proteine sind in unserem Körper fortwährenden Veränderungen unterworfen. Diese Modifikationen sind sehr komplex und steuern viele Vorgänge im Organismus. Wissenschaftler des Leibniz-Instituts für Molekulare Pharmakologie (FMP) haben jetzt eine Methode entwickelt, mit der sie erstmals chemisch unterschiedliche Proteinmodifikationen verfolgen können, ohne dabei das Protein zerstören zu müssen. Sie verwenden dafür die hochauflösende NMR-Spektroskopie.
Hat ein Protein das Licht der Zelle erblickt, wird es im Laufe seiner Existenz noch in vielfältiger Weise verändert. Solche Veränderungen nennen Wissenschaftler posttranslational, also der Synthese nachfolgend. Die Zelle besitzt dazu eine breite Palette an „Enzymwerkzeugen“. Sie kann damit chemische Modifizierungen an Aminosäuren der Proteine vornehmen und diese auch wieder rückgängig machen. Daraus ergibt sich ein dynamisches Muster an chemischen Variationen, die unterschiedliche Prozesse in der Zelle steuern. Solche Modifikationen spielen beispielsweise eine Rolle in zahlreichen Krankheitsgeschehen, etwa bei der Krebsentstehung.

Insbesondere jene Proteine, die das “Verpackungsmaterial“ der genetischen Information DNA bilden, unterliegen einer Reihe von unterschiedlichen posttranslationalen Modifikationen. Diese haben für das An- und Ausschalten von Genen eine wesentliche Bedeutung. Dieser Wissenschaftszweig wird als Epigentik bezeichnet - eine Art der Regulierung der Genexpression, die der genetischen Information übergeordnet ist.

Die Forscher Philipp Selenko und Dirk Schwarzer vom Leibniz-Institut für Molekulare Pharmakologie (FMP) haben jetzt eine Methode entwickelt, mit der sie bestimmten Enzymen praktisch bei der Arbeit zusehen können. Sie verwenden dafür die hochauflösende NMR-Spektroskopie. Als Studienobjekt wählten sie einen der Grundbausteine der DNA-Verpackung, das Histonprotein H3. Histone sind Proteine, welche die primäre strukturelle Einheit des Nucleosomes bilden. Um tausende solcher Nucleosome wickelt sich die DNA, damit sie in den Zellkern passt. Histone besitzen relativ lange, unstrukturierte Proteinbereiche an ihren Enden, die sogenannten „Histone tails“. Die Veränderungen an den Histone tails steuern ähnlich einem Code die Expression unterschiedlicher Gene. Das Anknüpfen von Phosphat- und Acetylgruppen (Phosphorylierung und Acetylierung) spielt dabei eine besondere Rolle: So werden Gene besonders aktiv abgelesen, die sich in acetylierten Histonbereichen befinden, während nicht acetylierte Bereiche meist geringe Ableseraten vorweisen. Enzyme, die den Acetylierungsstatus von Histonproteinen beeinflussen, sind also entscheidend für die Regulierung der Genaktivität.

Bislang konnten Wissenschaftler Acetylierungsmuster und andere posttranslationale Modifikationen nur mittels aufwändiger Analyseverfahren bestimmen. Sie beinhalteten meist mehrere Schritte und gingen mit der der Zerstörung der Probe einher. Insbesondere Einblicke in den zeitlichen Ablauf, mit welchem unterschiedliche Modifizierungsmuster schrittweise etabliert werden, waren nur mit mehreren Probenansätzen möglich.

Durch die NMR Spektroskopie hingegen werden Proteine, selbst während sie modifiziert werden, nicht gestört. Die biochemischen Reaktionen lassen sich direkt im NMR-Messröhrchen durchführen, während der eigentlichen NMR Messungen. Die Forscher können auf diese Weise genau definierte enzymatische Reaktionen in vitro untersuchen, aber auch zelluläre Modifikationsreaktionen studieren, welche in Lysaten (aufgeschlossenen Zellen) oder intakten Zellen ablaufen. „Wir konnten dies bereits früher für Phosphorylierungsreaktionen tun“, so Selenko, „in unserer neuen Arbeit schauen wir nun zellulären Phosphorylierungs- und Acetylierungsreaktionen gleichzeitig zu.“

Ziel von Selenko und seinen Kollegen ist es, sämtliche posttranslationale Modifizierungen mittels NMR verfolgen zu können. Die Forscher sind dabei zuversichtlich, dass ihre Methode als Standard in die Labors der Lebenswissenschaftler Einzug halten wird.


Den Artikel finden Sie unter:

http://www.fv-berlin.de/pm_archiv/2010/57-enzym-nmr.html

Quelle: Forschungsverbund Berlin e.V.  (12/2010)


Originalarbeit:
J. Am. Chem. Soc., 2010, 132 (42), pp 14704–14705